從 phlorizin 到 SGLT2：腎臟排糖機轉如何被發現

談到鈉—葡萄糖共同運輸蛋白 2 抑制劑（sodium–glucose cotransporter 2 inhibitors, SGLT2-i），許多人首先想到的是一類讓葡萄糖隨尿液排出的藥物。但這段歷史並不是從製藥公司鎖定 SGLT2 後才開始。早在「葡萄糖運輸蛋白」與「SGLT2」這些名稱出現以前一百多年，一種從果樹根皮分離出的天然物，已經讓研究者看見腎臟排糖的可能。

它叫做 phlorizin，也常拼作 phloridzin。從 1835 年的植物化學，到 20 世紀的腎臟生理，再到 SGLT1 與 SGLT2 的分子鑑定，研究者面對的問題不斷改變：先問「這是什麼物質」，再問「它為什麼造成尿糖」，接著追查「正常腎臟如何把葡萄糖收回」，最後才找到負責這項工作的蛋白質與基因。

這一篇先回顧腎臟葡萄糖再吸收的生理研究，以及 SGLT1、SGLT2 的分子發現史。研究者如何以 phlorizin 為起點，開發出現代 gliflozin，則留到下篇。

1835 年：從果樹根皮分離出的 phlorizin

1835 年，比利時化學家 Laurent-Guillaume de Koninck 與 Jean-Servais Stas 報告從蘋果、梨、李與櫻桃等薔薇科植物的根皮材料中分離出一種新的苦味配糖體，並命名為 phlorizin。同年，Christian Petersen 也發表了這個物質的化學分析，並在文章開頭提及 de Koninck 先前的報告。[1,2]

關於 1835 年的精確報告日期，以及不同語言短報的先後，後來的歷史文獻並不完全一致。較穩妥的說法是：de Koninck 與 Stas 負責分離與命名，Petersen 則在同年留下可查考的分析文獻。當時的重點仍是化學性質，沒有人知道它日後會成為研究腎臟葡萄糖運輸的重要工具。

von Mering 的「人工糖尿」

約半個世紀後，德國醫師與生理學家 Josef von Mering 在實驗犬身上觀察到，給予 phlorizin 後，尿液中會出現大量葡萄糖。後來的文獻多將這項發現記為 1885 年，而目前可查得的短文〈Über künstlichen Diabetes〉則發表於 1886 年。前者較可能是實驗發現的時間，後者則是發表紀錄；因此本文保留這兩個時間節點，不將它簡化成單一年份。[2]

真正重要的是，phlorizin 所造成的尿糖逐漸顯示出不同於一般高血糖性糖尿病的特徵：尿糖不一定只源於血糖過高，也可能是腎臟無法把已濾入腎小管的葡萄糖完整收回。研究焦點因此從「血液中為何出現過多葡萄糖」，轉向「腎臟為何把葡萄糖放走」。

1933 年，Herbert Chasis、Norman Jolliffe 與 Homer W. Smith 直接在人類研究 phlorizin 對葡萄糖及其他溶質排泄的影響。[3] 這些早期清除率實驗與今天直接量測運輸蛋白活性的研究不同，卻讓 phlorizin 從動物實驗中的特殊現象，變成研究人類腎臟功能的生理工具。

正常情況下，腎臟如何把葡萄糖收回？

血液流經腎絲球時，血漿中的葡萄糖會自由濾過，進入腎小管。在正常血糖下，濾出的葡萄糖幾乎全部會在近端小管被再吸收，因此尿中通常不會出現明顯的葡萄糖。

這不是單純的被動擴散，而是跨越近端小管上皮細胞兩側的接力運輸。

第一步發生在面向管腔的刷狀緣。位於近端小管早段（S1–S2）的鈉—葡萄糖共同運輸蛋白 2（sodium–glucose cotransporter 2, SGLT2），會把鈉離子與葡萄糖一起帶入細胞。它屬於相對低親和力、高容量的運輸系統，適合處理剛進入近端小管的大量葡萄糖；一般可簡化為負責大部分、約九成的正常葡萄糖再吸收。[4,5]

少量未在早段被收回的葡萄糖繼續流向近端小管後段，再由以 S3 為主的高親和力、低容量鈉—葡萄糖共同運輸蛋白 1（sodium–glucose cotransporter 1, SGLT1）接手。它像一道收尾系統，即使管腔內的葡萄糖濃度已經很低，仍能繼續回收。

葡萄糖進入近端小管細胞後，在早段主要透過位於基底外側的葡萄糖運輸蛋白 2（glucose transporter 2, GLUT2），沿濃度梯度離開細胞；後段則主要由葡萄糖運輸蛋白 1（glucose transporter 1, GLUT1）負責，讓葡萄糖回到腎間質與周圍微血管。[6] 另一方面，位於基底外側的鈉鉀幫浦（sodium–potassium ATPase, Na⁺/K⁺-ATPase）會分解三磷酸腺苷（adenosine triphosphate, ATP）取得能量，把鈉離子泵出細胞、把鉀離子帶入細胞，維持細胞內較低的鈉濃度。SGLT1 與 SGLT2 本身不直接分解 ATP，而是利用這個鈉離子電化學梯度，間接取得運送葡萄糖的能量。

人體 SGLT2 的鈉—葡萄糖耦合比例約為 1：1；SGLT1 約為 2：1，因此 SGLT1 在低葡萄糖濃度下仍能提供較強的驅動力。[7]

不過，「SGLT2 九成、SGLT1 一成」只是方便理解的近似。小鼠基因剔除研究在正常血糖下曾估計為約 97% 與 3%；當 SGLT2 缺失或受到抑制時，更多葡萄糖會抵達後段，SGLT1 的實際回收量便可大幅增加。[5] 這些比例會受到物種、血糖、腎小管負荷與實驗條件影響，不是永遠固定的常數。

葡萄糖腎小管運輸極量（Tm）：腎臟的葡萄糖回收能力有上限

在研究者知道 SGLT1 與 SGLT2 以前，腎臟生理學已經證明葡萄糖再吸收不是無限的。

1938 年，James A. Shannon 與 S. H. Fisher 以正常犬進行實驗，定量比較葡萄糖的濾過、腎小管再吸收與排泄。[8] 1941 年，Shannon、Sidney Farber 與 L. Troast 進一步研究正常犬的葡萄糖腎小管運輸極量（tubular maximum for glucose, TmG；以下簡稱 Tm）。[9]

當血糖逐漸升高，腎絲球濾過的葡萄糖量也會增加。起初，近端小管可同步增加再吸收，尿中仍幾乎沒有葡萄糖；但當葡萄糖濾過量（filtered glucose load）接近整體腎小管的最大回收能力，尿糖便開始出現。之後，再吸收曲線逐漸接近平台，超出回收能力的葡萄糖則隨尿液排出。

實際曲線不會在某一個血糖值突然折成直角。每個腎元的飽和點不盡相同，運輸能力也會逐步接近上限。因此，從尿糖開始出現，到整體再吸收能力接近 Tm 之間，曲線會形成一段彎曲的漸進飽和區（splay）。

Tm 的重要性在於，它讓研究者不再只觀察尿糖的有無，而能進一步量化腎臟回收葡萄糖的能力。但 Tm 是整個腎臟、許多腎元與多套運輸系統共同作用的結果，不能直接等同於單一 SGLT2 分子的最大運輸速率。

鈉—葡萄糖共同運輸：答案最先在腸道出現

腎臟能回收葡萄糖，還有一個更基本的問題：葡萄糖如何逆著濃度梯度進入近端小管細胞？

1960 年，Robert K. Crane 在布拉格舉行的膜運輸研討會上提出鈉—葡萄糖共同運輸假說（Na⁺–glucose cotransport hypothesis）；Crane、Miller 與 Bihler 撰寫的會議論文於 1961 年出版。[10] 必須注意的是，Crane 當時討論的是小腸糖吸收，而不是直接發現腎臟中的 SGLT2；這套模型後來才成為理解腎臟 SGLT 的重要基礎。[7]

這個假說的核心是：葡萄糖的主動吸收，可以和鈉離子順著電化學梯度進入細胞的過程耦合。1962 年，Fernando Alvarado 與 Crane 又報告 phlorizin 會競爭性抑制倉鼠小腸的主動糖運輸。[11]

1970 年代，腎臟刷狀緣膜、phlorizin 結合與膜囊泡研究，將這個最初來自腸道的概念帶進腎臟。1975 年，Peter Aronson 與 Bertram Sacktor 利用腎皮質刷狀緣囊泡，證明鈉離子梯度能驅動 D-葡萄糖運輸。[12] 同一時期的研究也在腎皮質膜上找到對 phlorizin 具有高親和力的結合位點。[13]

此時，研究者已經知道腎臟存在會被 phlorizin 阻斷的鈉—葡萄糖共同運輸，卻還不清楚參與其中的運輸蛋白究竟有幾種。

近端小管不是一套系統，而是兩段接力

1981 至 1982 年的腎元分段與刷狀緣研究提供了下一塊拼圖。David Barfuss 與 James Schafer 比較兔近端腎元不同區段的葡萄糖運輸；Richard Turner 與 Alan Moran 則進一步描述兩套性質不同的鈉依賴性葡萄糖運輸系統。[14,15]

近端小管早段的系統親和力較低、容量較高，適合處理大量葡萄糖；較後段的系統親和力較高、容量較低，適合清除殘餘葡萄糖。這與今天熟悉的 SGLT2／SGLT1 分工相似。

但仍須注意歷史先後：1980 年代初的研究只從功能上推導出兩套系統，當時還沒有基因或蛋白質證據可以證明它們就是 SGLT2 與 SGLT1。這兩套系統的分子身分，要到後來才獲得確認。

先找到 SGLT1，再找到 SGLT2

1987 年，Matthias Hediger、Michael Coady、Thomas Ikeda 與 Ernest Wright 利用表現選殖（expression cloning）技術，取得兔小腸鈉—葡萄糖共同運輸蛋白的互補 DNA（complementary DNA, cDNA）。[16] 他們將腸道來源的信使 RNA（messenger RNA, mRNA）分群後，注入非洲爪蟾卵母細胞，藉此尋找能產生鈉依賴性糖運輸的序列。這個運輸蛋白後來被稱為 SGLT1。

1991 年，人類遺傳學提供了更直接的因果證據。Ernest Turk 等人在先天性葡萄糖—半乳糖吸收不良症（glucose–galactose malabsorption）家族中找到 SGLT1 的錯義突變（missense mutation）。這項突變會與疾病共同遺傳，而且由突變序列製成的互補 RNA（complementary RNA, cRNA），注入卵母細胞後無法產生鈉依賴性糖運輸功能。[17]

腎臟中大容量葡萄糖運輸蛋白的發現史，則要分成兩個節點。

1992 年，R. G. Wells 等人從人類腎臟取得一段名為 Hu14 的 cDNA，後來確認它對應的是 SGLT2。他們發現這個基因會在腎臟表現，支持人體可能存在第二種腎型 SGLT；但原始論文明確表示，當時未能在非洲爪蟾卵母細胞中測得確定的運輸功能。[18]

1994 年，Yoshikatsu Kanai、Woo-Sung Lee、Guofeng You、Dennis Brown 與 Matthias Hediger 才完成這個腎型運輸蛋白的功能鑑定。他們將它定位到近端小管早段，證明它會受到 phlorizin 抑制，並具有低親和力、高容量及 1：1 鈉—葡萄糖耦合等特徵，最後將它命名為 SGLT2。[4]

因此，若問「SGLT2 何時被發現」，最準確的回答是：1992 年取得候選 cDNA，1994 年完成功能鑑定與命名。

2002 年，van den Heuvel 等人找到溶質載體家族 5 成員 2（solute carrier family 5 member 2, SLC5A2）基因的無義突變（nonsense mutation）與先天性孤立型腎性糖尿的直接連結。[19] 這項人類遺傳證據顯示，SLC5A2 功能缺損本身就可能在血糖正常時造成持續尿糖，因此成為支持 SGLT2 作為藥物作用標的的重要證據。不過，這篇報告僅是一個家族性腎性糖尿個案：它可以協助確認基因缺損與尿糖之間的因果關係，卻不足以回答長期使用藥物抑制 SGLT2 是否安全。

後來，研究者也逐漸理解，為何早期實驗中的 SGLT2 在某些異源表現系統裡活性很低。2017 年，Coady 等人發現膜相關蛋白 17（membrane-associated protein 17, MAP17；由 PDZK1-interacting protein 1, PDZK1IP1 基因編碼）可大幅提高 SGLT2 活性；他們也在一名找不到 SLC5A2 編碼區突變的家族性腎性糖尿患者中，發現 PDZK1IP1 的剪接突變。[20] 這項研究補充了先前未知的機制，也提醒我們：解讀 1990 年代的運輸動力學資料時，必須考量當時尚未發現輔助蛋白的技術限制。

在作用標的獲得確認之前，生理學已鋪路一個世紀

從 phlorizin 到 SGLT2 的歷史，不是靠單一實驗完成，而是許多研究接續累積的結果。

19 世紀的化學家先分離出 phlorizin，von Mering 接著觀察到它會造成尿糖；Shannon 等人利用 Tm 曲線量化腎臟回收葡萄糖的能力；Crane 的腸道研究提出鈉—葡萄糖共同運輸模型；腎小管分段研究則顯示前後段存在兩套接力系統。最後，表現選殖與人類遺傳研究才讓 SGLT1、SGLT2 從生理功能變成具體的蛋白質與基因。

到 2002 年左右，研究者已大致回答兩個關鍵問題：正常腎臟如何回收葡萄糖，以及 phlorizin 主要阻斷哪一段運輸機制。不過，即使確認了作用標的，距離開發成可用的藥物仍有一段路。phlorizin 經口服後容易被分解，能進入全身循環的比例偏低，對 SGLT2 的選擇性也不足。研究者如何克服這些限制，才是從 phlorizin 走向 dapagliflozin、canagliflozin 與 empagliflozin 的下一段故事。

參考資料

1. Petersen Chr. Analyse des Phloridzins. Ann Pharm. 1835;15(2):178. DOI: 10.1002/jlac.18350150210。
2. Jörgens V. The roots of SGLT inhibition: Laurent-Guillaume de Koninck, Jean Servais Stas and Freiherr Josef von Mering. Acta Diabetol. 2019;56(1):29-31. DOI: 10.1007/s00592-018-1206-z；PMID: 30099672。
3. Chasis H, Jolliffe N, Smith HW. The action of phlorizin on the excretion of glucose, xylose, sucrose, creatinine and urea by man. J Clin Invest. 1933;12(6):1083-90. DOI: 10.1172/JCI100559；PMID: 16694183；PMCID: PMC435965。
4. Kanai Y, Lee WS, You G, Brown D, Hediger MA. The human kidney low affinity Na+/glucose cotransporter SGLT2: delineation of the major renal reabsorptive mechanism for D-glucose. J Clin Invest. 1994;93(1):397-404. DOI: 10.1172/JCI116972；PMID: 8282810；PMCID: PMC293794。
5. Rieg T, Masuda T, Gerasimova M, Mayoux E, Platt K, Powell DR, Thomson SC, Koepsell H, Vallon V. Increase in SGLT1-mediated transport explains renal glucose reabsorption during genetic and pharmacological SGLT2 inhibition in euglycemia. Am J Physiol Renal Physiol. 2014;306(2):F188-93. DOI: 10.1152/ajprenal.00518.2013；PMID: 24226519；PMCID: PMC3920019。
6. Sala-Rabanal M, Hirayama BA, Ghezzi C, Liu J, Huang SC, Kepe V, Koepsell H, Yu A, Powell DR, Thorens B, Wright EM, Barrio JR. Revisiting the physiological roles of SGLTs and GLUTs using positron emission tomography in mice. J Physiol. 2016;594(15):4425-38. DOI: 10.1113/JP271904；PMID: 27018980；PMCID: PMC4967756。
7. Wright EM, Loo DD, Hirayama BA. Biology of human sodium glucose transporters. Physiol Rev. 2011;91(2):733-94. DOI: 10.1152/physrev.00055.2009；PMID: 21527736。
8. Shannon JA, Fisher S. The renal tubular reabsorption of glucose in the normal dog. Am J Physiol. 1938;122(3):765-74. DOI: 10.1152/ajplegacy.1938.122.3.765。
9. Shannon JA, Farber S, Troast L. The measurement of glucose Tm in the normal dog. Am J Physiol. 1941;133(3):752-61. DOI: 10.1152/ajplegacy.1941.133.3.752。
10. Crane RK, Miller D, Bihler I. The restrictions on possible mechanisms of intestinal active transport of sugars. In: Kleinzeller A, Kotyk A, editors. Membrane transport and metabolism: proceedings of a symposium held in Prague, August 22-27, 1960. Prague: Publishing House of the Czechoslovak Academy of Sciences; 1961. p. 439-49. 會議論文集書目。
11. Alvarado F, Crane RK. Phlorizin as a competitive inhibitor of the active transport of sugars by hamster small intestine, in vitro. Biochim Biophys Acta. 1962;56:170-2. DOI: 10.1016/0006-3002(62)90543-7；PMID: 13860792。
12. Aronson PS, Sacktor B. The Na+ gradient-dependent transport of D-glucose in renal brush border membranes. J Biol Chem. 1975;250(15):6032-9. DOI: 10.1016/S0021-9258(19)41154-X；PMID: 1150669。
13. Silverman M, Black J. High affinity phlorizin receptor sites and their relation to the glucose transport mechanism in the proximal tubule of dog kidney. Biochim Biophys Acta. 1975;394(1):10-30. DOI: 10.1016/0005-2736(75)90201-1；PMID: 1095065。
14. Barfuss DW, Schafer JA. Differences in active and passive glucose transport along the proximal nephron. Am J Physiol. 1981;241(3):F322-32. DOI: 10.1152/ajprenal.1981.241.3.F322；PMID: 7282931。
15. Turner RJ, Moran A. Heterogeneity of sodium-dependent D-glucose transport sites along the proximal tubule: evidence from vesicle studies. Am J Physiol. 1982;242(4):F406-14. DOI: 10.1152/ajprenal.1982.242.4.F406；PMID: 6278960。
16. Hediger MA, Coady MJ, Ikeda TS, Wright EM. Expression cloning and cDNA sequencing of the Na+/glucose co-transporter. Nature. 1987;330(6146):379-81. DOI: 10.1038/330379a0；PMID: 2446136。
17. Turk E, Zabel B, Mundlos S, Dyer J, Wright EM. Glucose/galactose malabsorption caused by a defect in the Na+/glucose cotransporter. Nature. 1991;350(6316):354-6. DOI: 10.1038/350354a0；PMID: 2008213。
18. Wells RG, Pajor AM, Kanai Y, Turk E, Wright EM, Hediger MA. Cloning of a human kidney cDNA with similarity to the sodium-glucose cotransporter. Am J Physiol. 1992;263(3 Pt 2):F459-65. DOI: 10.1152/ajprenal.1992.263.3.F459；PMID: 1415574。
19. van den Heuvel LP, Assink K, Willemsen M, Monnens L. Autosomal recessive renal glucosuria attributable to a mutation in the sodium glucose cotransporter (SGLT2). Hum Genet. 2002;111(6):544-7. DOI: 10.1007/s00439-002-0820-5；PMID: 12436245。
20. Coady MJ, El Tarazi A, Santer R, Bissonnette P, Sasseville LJ, Calado J, Lussier Y, Dumayne C, Bichet DG, Lapointe JY. MAP17 is a necessary activator of renal Na+/glucose cotransporter SGLT2. J Am Soc Nephrol. 2017;28(1):85-93. DOI: 10.1681/ASN.2015111282；PMID: 27288013；PMCID: PMC5198278。